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大鼠缺血/再灌注动物模型建立的方法如下：

实验动物 SD雄性大鼠，体重250～300g，清洁级。

分笼饲养(室温20～23℃，湿度60％～70％)，明暗光照12h：12h，适应性饲养1～2d，并按实验动物使用的3R原则给予人道关怀。术前12h禁食，自由饮水。

腔内注射麻醉(10ml/kg)，注射器针头从腹部向头方向刺入腹腔，回抽针芯阻力较大、无回血、无胃肠道内容物时，缓慢推注。约10min后大鼠逐渐瘫软，反应淡漠，用手牵拉鼠尾无明显反抗时置仰卧位，固定上颌中切牙和四肢。实验过程中维持大鼠肛温在37℃左右，直到恢复活动。

手术按外科无菌原则操作。①备皮，碘伏消毒皮肤。②于正中线旁开约5mm处，行颈部右侧纵行切口，剪开浅筋膜，暴露右侧胸锁乳突肌，在胸锁乳突肌与颈前肌群之间向深部钝性分离，玻璃分针游离颈总动脉(CCA)和迷走神经，直至 CCA分叉处。钝性分离向内行走的颈外动脉(ECA)及向外后行走的颈内动脉(ICA)。③分别在CCA、ECA、ICA下方穿线，结扎CCA近心端、颈外动脉近分叉部。④在CCA上距其末端约5.0mm处剪一小口，将线栓沿ICA方向连续轻柔推进，插入(18.0±0.5)mm时遇到轻微阻力即止，然后于ICA近心端结扎该动脉，全层缝合切口，并留置长约3cm的尼龙线于体外，碘伏消毒手术区。缺血1h后拔出阻塞线约10min实现再灌注。假手术组(Sham组)：插线深度小于10mm，其余处理不变。

动物醒后约1h，即出现神经功能缺损情况，并借此判定手术成功性。TTC染色可检测手术成功的动物出现脑梗死灶。常规组织切片染色可见脑缺血区神经元、胶质细胞、血管及神经毡等损伤，以及星形胶质细胞增生、活化，炎细胞浸润等病理变化。